Sideritis scardica 20:1 ekstrakt 25 gram

SIDERITIS SCARDICA - CO TO JEST?

Sideritis scardica powszechnie znana jako Ironwort to nisko rosnąca roślina wieloletnia z rodziny Lamiaceae. Roślina pochodzi z Bałkanów i występuje w południowo-zachodniej Albanii, Macedonii, Bułgarii, Serbii, Grecji i Turcji. Herbata wykonana z kwitnących blatów jest bardzo popularna w Bułgarii, Grecji, Macedonii, Turcji i Albanii, gdzie rośnie na dziko na dużych wysokościach w górskich regionach, aw ostatnim stuleciu staje się uprawnym ziołem. Inne popularne nazwy rośliny to Bałkański zapalenie boju, bułgarska viagra, żelaza, grecka herbata górska, herbata górska, herbata pirinowa, herbata mursalski i herbata pasterska. Mimo że wiedza na temat jego wartości leczniczych rośnie ze względu na badania kliniczne i laboratoryjne, to zioło jest popularne tylko na Bałkanach i niektórych obszarach śródziemnomorskich, choć prawie nieznane w pozostałej części Europie i innych kontynentach. W Bułgarii, chociaż roślina ta jest zaplanowana w czerwonej księdze roślin, ta herbata jest bardzo popularna i chwalona za jej wyjątkowy, subtelny smak i korzyści zdrowotne, które przyniosły jej nazwę bułgarskiej viagry. Nazwa Sideritis pochodzi od greckiego słowa „sideros”, co oznacza żelazo i mówi się, że otrzymuje tę nazwę ze względu na użycie ran leczniczych wykonanych przez żelazną broń. Scardica pochodzi od Scardus - Latin dla Gór Sharr, gdzie został znaleziony przez niemiecki botaniczny August Grisenbach.

HISTORIA

W greckim „Sideritis” można dosłownie przetłumaczyć jako „ten, który jest wykonany z żelaza”. Roślina była znana starożytnym Grekom, szczególnie Pedaniusowi Dioscoridesowi i Theofrastusowi. Chociaż Dioscorides opisuje trzy gatunki, uważa się, że tylko jeden (prawdopodobnie S. scordioides) należy do Sideritis. W czasach starożytnych Sideritis było ogólnym odniesieniem dla roślin zdolnych do gojenia ran spowodowanych przez broń żelaza podczas bitew. Jednak inni utrzymują, że nazwa wynika z kształtu sepal, który przypomina czubek włóczni.

Właściwości lecznicze wielu z tych roślin leczniczych były uznawane i stosowane przez lekarzy, takich jak Hipokrates, Theofrastus, Dioscorides i Galen od czasów starożytnych i stały się znane światu, gdy „ziołowa biblia” Dioscorides (40-90 AD) de Materia Medica Medica nazywana Planta Medica, została opublikowana w XII wieku i XIII wieku. Przetłumaczona na arabski i łaciński, a po XVI wieku na niemiecki, hiszpański, francuski, włoski i wreszcie na angielski i stanowiła podstawę wiedzy botanicznej świata.

OPIS ROŚLINY

Ironwort jest wieloletnim, gęsto szarawym białym, tomentose, ziołem, który rośnie około 15–40 cm. Roślina znajduje się w otwartych, suchych, trawiastych i kamienistych łąkach oraz miejscach skalistych na glebach wapiennych lub erodowanych; Rośnie w subalpine i alpejskich pasach roślinności z innymi roślinami górskimi. Roślina występuje w otwartych, suchych, kamienistych miejscach, na wapieniu, na płytkiej i erodowanej glebie. Jest to solidna, odporna roślina, która jest modyfikowana, aby przetrwać przy niewielkim podażu wody i gleby.

UPRAWA

Sideritis jest zwykle sadzone późną jesienią lub wczesną wiosną i zbierane latem, kiedy jego żółte kwiaty są w pełnym rozkwicie. Następnie jest wysuszony, zanim zostanie użyty jako jeden z najlepszych greckich herbat ziołowych.

Grek Mountain Tea jest wytwarzana etycznie i w sposób zrównoważony; Jest w 100% naturalna i organiczna, nie stosuje się chemikaliów ani pestycydów. Przy zbiorach odrzucane są łodygi i liście. 

Rośliny są zbierane ręcznie do GREK we wczesnych godzinach porannych, kiedy jest fajnie, wówczas tylko najbardziej nieskazitelne kwiaty są suszone przez zawieszenie w dobrze wentylowanych stodołach. Jest to bardziej pracochłonne, ale warte tego lżejszego, bardziej kwiatowego wlewu i pachnącego smaku w greckiej herbaty górskiej. Żywe smaki drzewne i owocowe sprawiają, że ta grecka herbata ziołowa jest idealna do mieszania z miodem lub piciem samodzielnym jako kojący, zdrowy napój o każdej porze dnia.

PROFIL FITOCHEMICZNY

Analiza jakościowa związków polifenolowych z kilku powiązanych gatunków Sideritis (S. Scardica, S. Raeseri, S. Taurica, S. Syriaca i S. perfoliata) z penisali Bałkanów ujawniła, że wszystkie taksony wytwarzają podobny zestaw polifenoli (Tabela 1 ). Ekstrakty metanolowe z wyżej wymienionych gatunków Sideritis charakteryzowały się obecnością głównie glikozydów fenyloetanoidowych (echinakozyd, lawandolifoliozyd, werbaskud, forsytozyd A, izoverbascyd, samiozyd, allysonozyd i leukoseptozyd A) i flawonoidalne acetylogosydy (3'-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-o-oikwii. O- [6 ‴ -o-acetylo]-allosylo (1 → 2) glukozyd i 4'--o-metylhypolaetyna 7-O- [6 ‴ -o-acetylo] -allosylo- (1 → 2)-[6 ″-[6 ″- O-acetylo]-glukozyd), który stanowi 90% wszystkich związków fenolowych.

Oprócz glikozydów flawonoidalnych, gatunki Sideritis (S. scardica i S. raeseri) zawierają również 5,7-hydroksyfawony (apigeninę i luteolinę) oraz 8-hydroksyfawony (izostellareina (apigenina 8-OH) i hipolaetyna (8-oh luteolina) i ich pochodne). Obecność 8-hydroksyfawonów, takich jak izostetellareina i hipolaetyna i ich pochodne metoksy, jest bardzo charakterystyczna dla roślin Sideritis i została potwierdzona w późniejszych badaniach. Ponadto wykryto pochodne kwasu hydroksycynamowego hydroksycynamiennego: kwas 3-Ofeoilquinowy i kwas 5-Offeoilkwiniowy (główny reprezentant kwasów chlorogenowych), kwas p-koumarowy 4-o-glukozyd i feroluoilkwinowy . Późniejsze badania potwierdziły, że rośliny należące do rodzaju Sideritis (próbki S. scardica i S. raeseri) zebrane z krajów Bałkanów są podobne w składzie chemicznym. Podobny wzorzec polifenolowy wskazuje, że wszystkie te gatunki są bardzo ściśle powiązane i mogą wywierać te same korzyści zdrowotne na ludzi.

Chociaż rodzaj Sideritis należy do rodziny Lamiaceae, nie jest bardzo bogaty w olejki eteryczne. Pomimo niskiego stężenia olejków eterycznych, infuzja S. scardica ma bardzo przyjemny aromat i jest stosowany jako orzeźwiająca herbata ziołowa, czasem z miodem i sokiem z cytryny. Według przeglądu Todorova kład chemiczny olejków eterycznych wyekstrahowanych z S. scardica różni się znacznie w zależności od miejsca uzyskiwania roślin. Różnice te mogą wynikać z warunków glebowych i klimatycznych, a także części roślin, z których wyodrębniono oleje (blaty, liście lub całe części lotnicze). Niezależnie od ilościowej nierówności w olejkach eterycznych S. scardica dominują monoterpeny, seskwiterpeny i diterpenoidy.

Prawdopodobnie właściwości przeciwdrobnoustrojowe ekstraktów z zapalenia siderów wynikają z obecności monoterpenów, takich jak α-pinen, β-pinen i karwakrol o sprawdzonej aktywności przeciwbakteryjnej i przeciwgrzybiczej. Niektóre olejki eteryczne wyodrębnione z różnych gatunków z rodziny Lamiaceae są stosowane w produktach medycznych i kosmetykach. Ponieważ rodzaj Sideritis należy do rodziny Lamiaceae, możemy podejrzewać podobne właściwości składników oleju eterycznego. Ponieważ Sideritis jest najczęściej stosowane w tradycyjnej postaci wlewu wodnego, warto wspomnieć, że warunki warzenia wpływają na zawartość związków fenolowych i aktywności przeciwutleniającego wlewu herbaty. Badania przeprowadzone przez Irakli  sugeruje, że optymalna temperatura wahała się między 87,5 a 99,8 ° C z czasem infuzji nie dłużej niż 10 minut. Najwyższą zawartość związków biologicznie aktywnych, zdominowanych przez kwas chlorogenowy, wykryto w infuzjach liści. Oprócz związków polifenolowych minerały wykryto w stężeniu w następujący sposób, K> P> Ca> Mg> Na> Mn> Fe> Cu> Zn.

POTENCJALNE KORZYŚCI - BADANIA NAUKOWE

1. DEPRESJA, ADHD I FUNKCJE KOGNITYWNE

Ekstrakty z S. scardica bogate w flawony i kwasy fenolowe pokazują aktywność inhibitorów wychwytu zwrotnego monoaminy (które hamuje wychwyt zwrotny neurotransmiterów monoaminy: serotoninę, noradrenalinę i dopaminę, od synapsy do neuronu przedsynaptycznego). Sama apigenina jest w stanie oddziaływać z transporterami monoaminy i ma być ligandem dla receptora benzodiazepiny. Ta ostatnia aktywność może być podstawą efektu przeciwlękowego, który został potwierdzony w badaniach u modelu zwierzęcego u myszy i może leżeć u podstaw polepszenia nastroju u ludzi. Badanie pilotażowe przeprowadzone przez Behrendt i in. w grupie 64 zdrowych dorosłych w wieku 25–60 lat pozwoliło obserwacji poprawy poznawczej po sześciu tygodniach suplementacji ekstraktem S. scardica 330 mg w połączeniu z suplementacją witaminy B: witamina B1 (0,55 mg), witamina B6 ( 0,7 mg), witamina B12 (1,25 µg) i kwas foliowy (100 µg) dwa razy dziennie (rano i wieczorem; po posiłku). Wyniki udowodniły, że suplementacja ekstraktów S. scardica i wybranych witamin może skrócić czas reakcji i złagodzić zaburzenia poznawcze indukowane stresem (funkcjonowanie wykonawcze pod względem pamięci roboczej, elastyczności poznawczej i kontrolowanego hamowania behawioralnego po sześciotygodniowym okresie spożycia).

Poprawa poznawcza może również wynikać z obecności kwasów fenolowych głównie kwasu ferulowego i kwasu chlorogenowego (estry kwasów chinowych i kofeinowych) w ekstraktach S. scardica. Zarówno feruliczny, jak i kwas chlorogenowy mają zdolność oddziaływania z tlenkiem azotu (NO) - mediatorem rozszerzania naczyń, co powoduje zmiany obwodowego przepływu krwi w modelach zwierzęcych i ludzkich. Ostro zmniejszone ciśnienie krwi (skurczowe i rozkurczowe) zauważono u zdrowych dorosłych po 400 mg kwasu chlorogenowego. Podobne wyniki uzyskano w długim okresie u pacjentów z łagodnym nadciśnieniem, którym codziennie przez 12 tygodni podawano 140 mg kwasu chlorogenowego. Ostre działanie kwasu chlorogenowego, głównego kwasu fenolowego obecnego w kawy, na poznanie, jest ogólnie silniejszy w przypadku obecności kofeiny, ale zarówno kofeina, jak i inne związki, takie jak polifenole różniące się niż kwas chlorogenowy obecny w kawie, mogą być odpowiedzialne za ten efekt. Zaletą ekstraktów z Sideritis w porównaniu z kawą jest brak kofeiny, która nie zawsze jest pożądana w diecie.

Wightman przeprowadził badanie kontrolne z użyciem podwójnej ślepej próby i placebo na grupie 155 zdrowych, starszych dorosłych (w wieku 50–70 lat), którzy otrzymali ekstrakt S. scardica w dawce 475 lub 950 mg dziennie przez 28 dni. Jako odniesienie powstały placebo i aktywne grupy kontrolne. Aktywną grupę kontrolną podawano 240 mg Ginkgo Biloba dziennie. Suplementacja S. scardica w dawce 950 mg znacznie zmniejszyła lęk po 28 dniach w porównaniu z ekstraktem placebo i ginkgo biloba. Wyższa dawka ekstraktu z S. scardica również poprawiła dokładność zadania rozpoznawania obrazu i obie dawki znacznie szybsza szybkość uwagi po ostrej podawaniu (pierwsza dawka) i po długotrwałej suplementacji. To, co jest ważne, obie dawki ekstraktu z S. scardica zwiększone mózgowe przepływ krwi (CBF) mierzone przez zwiększone stężenie natlenionej hemoglobiny (HBO) i nasycenia tlenu (OX%) w korze przedczołowej podczas wykonywania zadań wymagających poznawczych po ostrym podaniu. Wzrost całkowitej i odtlenionej hemoglobiny zaobserwowano również nawet po pierwszym podaniu wyższej dawki ekstraktu z zapalenia sider. Wydaje się najbardziej prawdopodobne, że synergistyczne i wielokrotne działanie polifenoli spowodowało zahamowanie wychwytu zwrotnego neurotransmiterów monoaminowych i zwiększenie przepływu krwi mózgowej jest odpowiedzialne za właściwości przeciwlękowe, poznawcze i neuroprotekcyjne.

W niemieckim badaniu (in vitro i eksperymenty na zwierzętach) Knörle i in. (2012) wykazali, że ekstrakty z Sideritis wykazują działanie takie jak inhibitory wychwytu zwrotnego serotoniny, dopaminy i noradrenaliny. Celem tego badania było zbadanie wpływu ekstraktów z zapalenia sider Scardica na transportery monoaminowe oraz uzyskanie i wyjaśnienie możliwych zastosowań leczniczych z profilu farmakologicznego ekstraktów. Badano wpływ różnych ekstraktów S. scardica na wychwyt serotoniny, noradrenaliny i dopaminy w synaptosomach mózgu szczura i wychwytu serotoniny w ludzkich komórkach JAR. Wszystkie ekstrakty hamowały pobieranie wszystkich trzech monoamin do synaptosomów mózgu szczura przez ich odpowiednie transportery, a ekstrakty alkoholowe są bardziej skuteczne niż ekstrakt wodny. Wartości EC (50) były w zakresie 30-40 μg/ml. Hamowanie ludzkiego transportera serotoniny przez ekstrakt metanolu było jeszcze bardziej skuteczne (EC (50) 1,4 μg/ml). Profil farmakologiczny ekstraktów S. scardica jako potrójne inhibitory wychwytu zwrotnego monoaminy sugeruje ich zastosowanie w terapii fitochemicznej zaburzeń psychicznych związanych z nieprawidłowym działaniem neurotransmisji, takich jak zaburzenia lękowe, poważna depresja, deficyty uwagi, zaburzenie przeciążenia psychicznego.

W badaniu z 2015 roku potwierdzono, że związki flawonoidowe z Sideritis tj. ksantomikrol i salwigenina działają jako silne i selektywne inhibitory HMAO i wytypowane je jako potencjalne naturalne cząsteczki początkowe do opracowywania nowych selektywnych inhibitorów MAO-A, do zapobiegania i leczenia zaburzeń psychicznych, takich jak depresja i lęk, a także upośledzenia poznawcze w chorobach Alzheimera i Parkinsona.

Feistel i Appel potwierdzili ten wynik i napisali, że wodne ekstrakty z Sideritis Scardica jako napoju, również wykazały najlepszy efekt przeciwko depresji w porównaniu z innymi ekstraktami ziołowymi.

W modelach zwierzęcych przetestowano również potencjalną skuteczność ekstraktów z Sideritis w zapobieganiu rozwojowi chorób neurodegeneracyjnych. Hofrichter i inni potwierdzili zapobieganie zaburzeniu pamięci indukowanej amyloidu-β przez ekstrakty ziołowe S. scardica i Sideritis Euboea w transgenicznym mysim modelu choroby Alzheimera, szczególnie gdy wyciągnięto ekstrakty z obu gatunków w połączeniu. Autorzy zauważyli zmniejszoną liczbę i wielkość płytek amyloidu-β, a także ulepszone poznanie w modelu zwierząt. Podobne wyniki przedstawiono w badaniach z wykorzystaniem transgenicznego Caenorhabditis elegans wyrażającego amyloid-β. W robakach traktowanych ekstraktem S. scardica zaobserwowano zmniejszoną liczbę płytek amyloidu-β w obszarze głowy i niższą toksyczność amyloidu-β. Jak potwierdziły badania nad modelem zwierząt, że apigenina wykazuje działanie ochronne przed neurotoksycznością indukowaną amyloidem-β, dochodzimy do wniosku, że apigenina jest najprawdopodobniej odpowiedzialna za działanie neuroprotekcyjne również u ludzi, ale mechanizm jest niejasny.

Pomimo obecności wielu leków na rynku, pacjenci, szczególnie osoby wymagające długoterminowej terapii, wolą leki ziołowe o naturalnym pochodzeniu. Aktywność ekstraktów S. scardica jako potrójnych inhibitorów wychwytu zwrotnego monoaminy daje nadzieję na jego zastosowanie w fitoterapii zaburzeń neurobehawioralnych związanych z zaburzeniem neurotransmisji monoaminergicznej. Wodny lub etanolowy ekstrakt S. scardica wpływający na wszystkie trzy neuroprzekaźniki - serotonina, dopamina i noradrenalina - może być potencjalnym kandydatem do naturalnego leku w leczeniu I.A. Depresja, zaburzenia lękowe, zaburzenie nadpobudliwości uwagi (ADHD), ból neuropatyczny, nadużywanie alkoholu i otyłość, a nawet choroby neurodegeneracyjne. Ze względu na wyżej wymyślone właściwości aktywność farmakologiczna całych ekstraktów, a także ich pojedyncze składniki wymagają dalszych badań in vivo.

2. WŁAŚCIWOŚCI PRZECIWZAPALNE I ANTYBAKTERYJNE

Oprócz korzystnego wpływu na układ nerwowy, herbata górska jest tradycyjnie pijana po posiłkach w celu poprawy trawienia i przyspieszenia metabolizmu. W medycynie ludowej jest również znany z właściwości przeciwzapalnych i antyseptycznych. Badanie Tadić i in.  potwierdził znaczącą aktywność przeciwzapalną ekstraktu etanolowego S. scardica porównywalnego z niesteroidowym lekiem przeciwzapalnym indometacyny. Ponadto w niektórych badaniach wykazały aktywność przeciwdrobnoustrojową ekstraktów S. scardica przeciwko kilku wspólnym Gram-dodatnim (Staphylococcus epidermidis, Micrococcus luteus, Staphylococcus aureus, Morakaksella-Catoperusceria aureus aureus, aureus aureus aureus aureus aureus aureus. Faecalis) i Gram-ujemne bakterie (Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Pasteurella multocida i Haemophilus sp.), a także drożdżowe Candida albicans. Najsilniejszą aktywność ekstraktów określono przeciwko S. epidermidis, M. luteus, E. coli, P. aeruginosa, Corynebacterium pseudotuberculosis, Pasteurella multocida i Haemophilus sp. Warto wspomnieć o aktywności przeciwdrobnoustrojowej, która była podobna dla wszystkich testowanych ekstraktów niezależnie od metod ekstrakcji. Podobnie olejek eteryczny uzyskany z S. scardica przez hydrodystillację najlepiej hamował wzrost Corynebacterium pseudotuberculosis i Haemophylus sp. Według autorów kombinacja różnych rodzajów terpenoidów (zwłaszcza monoterpenów i diterpenów) oraz kwasów tłuszczowych i ich estrów może być odpowiedzialne za taką aktywność przeciwdrobnoustrojową. Według badania przeprowadzonego przez Sagdic i in., 10% ekstraktów metanolowych zapalenia bojowego Ozturkii i zapalenia sider Cezarea również wykazują silną aktywność przeciwdrobnoustrojową hamującą wzrost Aeromonas hydrophila, Bacillus subtilis, Bacillus subtilis var. Niger, Bacillus brevis, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Morganella Morganii, Mycobacterium smegmatis, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus i Yersinia enterocolitica i Antibunge Action i Sacchchcharyces Cerevisiae.

Olejki eteryczne uzyskane z S. curvidens i S. lanata przez hydrodistillację zidentyfikowano jako skuteczne środki przeciwdrobnoustrojowe przeciwko bakteriom Gram-dodatnim, zwłaszcza opornym na metycylinę na epiżcę gronkowca.

Podobnie olejki eteryczne destylowane z pięciu taksonów zapalenia siderów rosnących w Grecji należących do gatunku S. clandestina, S. euboea, S. Romana i S. lanata znacznie hamowały wzrost bakterii Gram-dodatnich, gdzie S. aureus wydaje się być najwięcej wrażliwy na wszystkie testowane oleje.

Takie właściwości wyciągów roślinnych i olejków eterycznych sugerują, że mogą być potencjalnie stosowane jako naturalne środki przeciwutleniające i przeciwdrobnoustrojowe w zachowaniu żywności. Ponadto, biorąc pod uwagę ich skuteczność wobec szczepów bakterii opornych na antybiotyki, mogą być stosowane jako nowe środki przeciwdrobnoustrojowe w terapiach zakażeń u ludzi.

3. WPŁYW NA PARAMETRY KRWI I WĄTROBY

Oprócz aktywności przeciwdrobnoustrojowej biologiczne aktywne związki zapalenia siderów wydają się mieć pozytywny wpływ na metabolizm węglowodanów i tłuszczu. W modelu menopauzy szczura (samice jajników) zaobserwowano, że szczury biorąc pod uwagę ekstrakt S. scardica miały niższe poziomy trójglicerydów krwi, obniżone poziomy glukozy na czczo i niższe piki glukozy po doustnej prowokacji glukozy. Ponadto wzrost zawartości glikogenu i stężenia grup tiolowych w wątrobie, a także wzrost aktywności enzymatycznej katalazy w porównaniu z grupą kontrolną (zaobserwowano szczury, które nie podano ekstraktu). Prawdopodobnie taki efekt suplementacji diety z ekstraktem S. scardica spowodował złagodzenie zaburzenia metabolicznego, co było związane z aktywacją kinazy białkowej aktywowanej przez AMP w komórkach wątroby (AMPK).

Kinaza białkowa aktywowana przez AMP (AMPK) jest głównym czujnikiem stanu metabolicznego, chroni równowagę metaboliczną, zarówno na poziomie organizmu komórkowego, jak i całego organizmu. AMPK jest aktywowany w wyniku zwiększenia stężenia AMP komórkowego, ze spadkiem ATP podczas niedoboru energii, między innymi spowodowanymi głodem lub intensywnym treningiem. Aktywowane AMPK prowadzi do aktywacji szlaków katabolicznych wytwarzających ATP z jednoczesnym hamowaniem energii pochłaniających procesów anabolicznych. Przedłużony spadek aktywności AMPK, spowodowany nadmiernie kaloryczną dietą i brakiem aktywności fizycznej, wiąże się z pojawieniem się oporności na insulinę, cukrzycą typu 2 i rozwojem innych zaburzeń metabolicznych. Zmiany aktywności AMPK obserwuje się również w zapaleniu. W literaturze występują doniesienia o częstym współwystępowaniu otyłości, cukrzycy typu 2 i raka, które mogą być spowodowane zaburzeniem w prawidłowym funkcjonowaniu kinazy AMPK.

Do tej pory odkryto i przetestowano kilka substancji aktywujących AMPK w modelach zwierzęcych cukrzycy typu 2 wykazujące obiecujące wyniki. Wśród nich stwierdzono naturalnie występujące alkaloidy i polifenole, a także związki syntetyczne, np. Analogi nukleotydowe. Jednak praktyczne zastosowanie aktywatorów AMPK w leczeniu oporności na insulinę wymaga szerokiej wiedzy na temat mechanizmu działania i ustalenia, czy konkretna aktywacja AMPK będzie bezpieczna do utrzymania długotrwałej homeostazy.

W 2006 r. Zang i in. potwierdził, że inaktywacja APMK wątroby jest kluczowa w patogenezie hiperlipidemii w cukrzycy. Badanie ujawniło, że polifenole, w tym resweratrol (główny związek polifenolowy w czerwonym winie) i apigeninę, która jest również obecna w S. scardica, zwiększyły aktywność AMPK w ludzkich hepatocytach Hepg2 in vitro. Warto wspomnieć, że apigenina była 200 razy bardziej skuteczna w aktywacji AMPK niż metformina - najczęściej stosowany lek przeciwhartycemiczny w leczeniu cukrzycy typu 2.

Banerjee i in., podczas prowadzenia badań u myszy, zaobserwował wzrost aktywności AMPK wątroby w wyniku jego fosforylacji po doustnym podaniu ekstraktu zielonej herbaty w dawce 50 i 100 mg/kg masy ciała (B.W.) w przeciwieństwie do żadnych takich Efekt po podaniu ekstraktu z czarnej herbaty, nawet w dawce 250 mg/kg B.W. Najprawdopodobniej efekt ten jest wynikiem właściwości katechin - flavonoidów obficie występujących w zielonej herbaty. Podobnie kwas chlorogenowy jest w stanie aktywować AMPK, co powoduje tłumienie biosyntezy kwasów glukozy i kwasów tłuszczowych w wątrobie.

Kassi i in. przeprowadził podwójnie ślepy, placebo badanie kontrolne na grupie 47 zdrowych dorosłych. Grupa badana składała się z 26 uczestników, którzy uzupełnili dietę 300 mg S. Euboea Wodny ekstrakt codziennie przez 30 dni. Wyniki potwierdziły korzystny wpływ S. euboea na całkowity poziom cholesterolu, który znacząco spadł, ale nie zaobserwowano żadnego znaczącego wpływu na inne parametry lipidowe i markery zapalne. Co zaskakujące, wzbogacanie diety S. euboea poprawiło insulinemię, ale tylko u kobiet. Ponieważ poziom adiponektyny jest ogólnie wyższy u kobiet niż u mężczyzn, możliwe jest, że nie tylko silna aktywacja AMPK, ale także regulacja w górę adiponektyny może być odpowiedzialna za różnice między płciami. Dokładne zrozumienie mechanizmu działania wymaga jednak szeroko zakrojonych badań przeprowadzonych na dużej populacji zarówno zdrowych dorosłych, jak i otyłych z hipercholesterolemią, hiperlipidemią i cukrzycą.

Dokładny mechanizm, za pomocą którego związki polifenolowe aktywują AMPK, nie jest jasny. Przypuszcza się, że polifenole oddziałują z mitochondrialnym łańcuchem oddechowym, co powoduje hamowanie produkcji ATP mitochondriów.

4. WPŁYW NA MIKROFLORĘ

Właściwości biologiczne związków fenolowych są często oceniane na hodowlach komórkowych lub tkankowych przy użyciu polifenoli w ich pierwotnej postaci, w której są obecne w żywności pochodzenia roślin. Jak wiadomo, interakcja między polifenolami a mikroflorem jelitowym może być dwukierunkowa. Związki fenolowe mogą działać w mikroflory jelitowej promującą wzrost korzystnych bakterii i hamując wzrost bakterii patogennych. Ponadto mikroflora jelitowa odgrywa kluczową rolę w biotransformacji i aktywności biologicznej polifenoli. Jednak polifenole są szeroko metabolizowane nie tylko przez mikroflorę jelit, ale przynajmniej w wątrobie. Dlatego konieczne jest zrozumienie, w jaki sposób wpływają one na mikroflorę jelit i jak są metabolizowane.

Polifenole pochodzenia rośliny w diecie ludzkiej zwykle występują w postaci glikozydów, a ponieważ nie należą one do makro- i mikroelementów, nie są przede wszystkim wchłaniane z jelita do krwi. Biodostępność polifenoli zależy głównie od ich złożoności i masy cząsteczkowej. Tylko związki fenolowe o niskiej masie cząsteczkowej - fenole i dimery (do 10% całkowitego spożycia) - są wchłaniane bezpośrednio w jelicie cienkim po deglikozylacji. Pozostałe polifenole o wysokiej masie cząsteczkowej (głównie proantocyjanidyny - stawki pokarmowe) docierają do jelita grubego, gdzie ulegają kolejnym transformacjom enzymatycznym ze względu na obecność mikroflory jelitowej.

Petreska Stanoeva i Stefova przeprowadzili badanie żywieniowe z 10 ludzkimi ochotnikami dotyczącymi metabolizmu polifenoli znalezionych w wywarce S. scardica. Ekstrakcję moczową kwasów hydroksycynamiennych, glikozydów fenytanoidowych i metabolitów flawonoidów próbkowano do 24 godzin po spożyciu wywarcia S. scardica. W tym badaniu 63 różne metabolity flawonoidów (hipolaetyna, izostelelella i pochodne apigeniny) i kwasy fenolowe znaleziono w moczu, w postaci związków glukuronidowanych, siarczanowanych i rodzimych. Badanie wykazało, że pomimo faktu, że flawonoidy początkowo występują w wywaru zapalenia siderów, mają bardzo złożoną strukturę (aglikon-diglukozyd- (mono- lub di-) acetyl), związki te przekształcono w glukuronidy, siarczany i formy O-metylowane i wydalone w moczu (Tabela 4). Niektórzy autorzy stwierdzili, że grupy hydroksylowe w pozycjach 5-, 7- i 4 'flawonoidów są ważnymi cechami strukturalnymi dla optymalnej degradacji flawonoidów metodą mikroflory jelit. W przeciwieństwie do wywaru, w którym wykryto tylko 4 pochodne kwasu hydroksycynamiennego (kwas 3-kafeoilkwiko-kwas, kwas 5-kafeoilquinowy, kwas p-kumarynowy 4-O-glukozyd i kwas feruloilquinowy), aż 32 różne metabolity stwierdzono w moczu ( pochodne kwasu chinowego, pochodne kwasu kofeinowego, pochodne kwasu kofeoilkwiiniowego, pochodne kwasu ferulowego, pochodne kwasu dimetylferulicznego, pochodne kwasu feruloilkwinowego i pochodne kwasu kumarowego) jako glukuronid; mono-, di- lub tri-siarczan; i siarczan glukuronidu. Tylko kwas kofeinowy wykryto w wolnej postaci w moczu. Pomimo faktu, że glikozydy fenyloetanoidowe są grupą związków polifenolowych obecnych w najwyższym stężeniu w infuzjach zapalenia sider i wywaru, nie stwierdzono metabolitów glikozydów fenyloetanoidowych w moczu. Autorzy spekulowali, że metabolity kwasu hydroksycynamiennego w moczu mogą być wyprowadzane nie tylko z kwasów hydroksycynamiennych naturalnie występujących w zapaleniu sider, ale także z glikozydów fenyloetanoidowych. Innym możliwym wyjaśnieniem jest niskie wchłanianie tej grupy związków w jelitach. Jest to zgodne z wynikami innych badań, zgodnie z którymi biodostępność glikozydów fenyloetanoidowych po podaniu doustnym jest stosunkowo niski. Z drugiej strony badanie przeprowadzone przez Wang i in. [96] ujawnił, że glikozydy fenyloetanoidowe przechodzą rozległy metabolizm przez bakterie jelitowe, co może je zmienić w bardziej biodostępnych postaci, ale nadal z silną aktywnością przeciwutleniającą. Transformacje metaboliczne glikozydów fenyloetanoidowych obejmują głównie enzymatyczną deglikozylację, redukcję, nawodnienie, hydroksylację, acetylację, metylację i koniugację siarczanu.

Związki fenolowe mają już pozytywny wpływ w jelitach. Ponieważ najwyższe stężenie polifenoli występuje w świetle jelit, mogą one już chronić błonę śluzową jelitową przed stresem oksydacyjnym i rakotwórczymi. Wykazano, że garbniki i powiązane złożone polifenole z czerwonego wina podawane szczurom chronią chemicznie indukowane oksydacyjne uszkodzenie hepatocytów. Podobne działanie ochronne zaobserwowano u szczurów traktowanych czarną herbatą polifenole, które zmniejszyło chemicznie indukowane uszkodzenie DNA w komórkach błony śluzowej okrężnicy. Takie właściwości polifenoli są bardzo obiecujące w ochronie przed uszkodzeniem oksydacyjnym komórek jelit i wątroby, a także zapobieganie zapaleniu przewodu pokarmowego i rakotwórczości. Tadić i in. potwierdził aktywność żołądka ekstraktów S. scardica przy użyciu modelu szczura ostrego uszkodzenia błony śluzowej żołądka indukowanego etanolem. Wpływ ochronny na błonę śluzową żołądka była porównywalna z przeciwwcerowym lekiem ranitydyny.

Powyższe badania mają charakter typowo informacyjny oraz były wykonawane z udziałem róznych ekstraktów, innych niż dostępny w ofercie sklepu. Dlatego też nie można ich traktować jako wiarygodne źródło informacji na temat produktu dostępnego w naszej sprzedaży. Informacje zawarte w opisach nie są zatwierdzone przez GIF, GIS oraz EFSA i nie mają na celu leczenia, diagnozowania lub zapobiegania jakiejkolwiek chorobie.

LITERATURA CYTOWANA

1.Plants of the World Online. Available online: http://www.plantsoftheworldonline.org/taxon/urn:lsid:ipni.org:names:21227-1 (accessed on 8 April 2020).

2.Yaneva, I.; Balabanski, V. History of the uses of Pirin mountain tea (Sideritis scardica Griseb) in Bulgaria. Bulg. J. Public Health 2013, 5, 48–57. 

3.Stanoeva, J.P.; Stefova, M.; Stefkov, G.; Kulevanova, S.; Alipieva, K.; Bankova, V.; Aneva, I.; Evstatieva, L.N. Chemotaxonomic contribution to the Sideritis species dilemma on the Balkans. Biochem. Syst. Ecol. 2015, 61, 477–487. 

4.González-Burgos, E.; Carretero, M.E.; Gómez-Serranillos, M.P. Sideritis spp.: Uses, chemical composition and pharmacological activities—A review. J. Ethnopharmacol. 2011, 135, 209–225. 

5.Todorova, M.; Trendafilova, A. Sideritis scardica Griseb., anendemic species of Balkan peninsula: Traditional uses, cultivation, chemical composition, biological activity. J. Ethnopharmacol. 2014, 152, 256–265. 

6.Jeremic, I.; Petricevic, S.; Tadic, V.; Petrovic, D.; Tosic, J.; Stanojevic, Z.; Petronijevic, M.; Vidicevic, S.; Trajkovic, V.; Isakovic, A. Effects of Sideritis scardica extract on glucose tolerance, triglyceride levels and markers of oxidative stress in ovariectomized rats. Planta Med. 2019, 85, 465–472. 

7.Zhao, G.; Qin, G.W.; Wang, J.; Chu, W.J.; Guo, L.H. Functional activation of monoamine transporters by luteolin and apigenin isolated from the fruit of Perilla frutescens (L.). Britt. Neurochem. Int. 2010, 56, 168–176. 

8.Knörle, R. Extracts of Sideritis scardica as triple monoamine reuptake inhibitors. J. Neural Transm. 2012, 119, 1477–1482. 

9.Tadić, V.M.; Jeremic, I.; Dobric, S.; Isakovic, A.; Markovic, I.; Trajkovic, V.; Bojovic, D.; Arsic, I. Anti-inflammatory, gastroprotective, and cytotoxic effects of Sideritis scardica extracts. Planta Med. 2012, 78, 415–427. 

10.Cardona, F.; Andres-Lacueva, C.; Tulipani, S.; Tinahones, F.J.; Queipo-Ortuno, M.I. Benefits of polyphenols on gut microbiota and implications in human health. J. Nutr. Biochem. 2013, 24, 1415–1422. 

11.Petreska, J.; Stefkov, G.; Kulevanova, S.; Alipieva, K.; Bankova, V.; Stefova, M. Phenolic compounds of mountain tea from the Balkans: LC/DAD/ESI/MSn profile and content. Nat. Prod. Commun. 2011, 6, 21–30. 

12.Ibraliu, A.; Trendafilova, A.B.; Anđelković, B.D.; Qazimi, B.; Gođevac, D.M.; Shengjergji, D.; Bebeci, E.; Stefkov, G.; Zdunic, G.; Aneva, I.I.; et al. Comparative study of Balkan Sideritis species from Albania, Bulgaria and Macedonia. Eur. J. Med. Plants 2015, 5, 328–340. 

13.Petreska, J.; Stefova, M.; Ferreres, F.; Moreno, D.A.; Tomás-Barberán, F.A.; Stefkov, G.; Kulevanova, S.; Gil-Izquierdo, A. Potential bioactive phenolics of Macedonian Sideritis species used for medicinal “Mountain Tea”. Food Chem. 2011, 125, 13–20.

14.Axiotis, E.; Petrakis, E.A.; Halabalaki, M.; Mitakou, S. Phytochemical profile and biological activity of endemic Sideritis sipylea Boiss. in North Aegean Greek islands. Molecules 2020, 25, 2022. 

15.Güvenç, A.; Houghton, P.J.; Duman, H.; Coskun, M.; Sahin, P. Antioxidant activity studies on selected Sideritis species native to Turkey. Pharm. Biol. 2005, 43, 173–177. 

16.Baser, K.H.C.; Kirimer, N.; Tümen, G. Essential oil of Sideritis scardica Griseb subsp. scardica. J. Essent. Oil Res. 1997, 9, 205–207. 

17.Kloukina, C.; Tomou, E.M.; Skaltsa, H. Essential oil composition of two Greek cultivated Sideritis spp. Nat. Volatiles Essent. Oils 2019, 6, 16–23. 

18.PubChem. National Library of Medicine. Available online: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/ (accessed on 30 June 2020).

19.Rivas da Silva, A.C.; Lopes, P.M.; Barros de Azevedo, M.M.; Costa, D.C.; Alviano, C.S.; Alviano, D.S. Biological activities of α-pinene and β-pinene enantiomers. Molecules 2012, 17, 6305–6316. 

20.Karpiński, T.M. Essential oils of Lamiaceae family plants as antifungals. Biomolecules 2020, 10, 103.

21.Irakli, M.; Tsifodimou, K.; Sarrou, E.; Chatzopoulou, P. Optimization infusions conditions for improving phenolic content and antioxidant activity in Sideritis scardica tea using response surface methodology. J. Appl. Res. Med. Aromat. Plants 2018, 8, 67–74. 

22.Cheng, H.Y.; Hsieh, M.T.; Tsai, F.S.; Wu, C.R.; Chiu, C.S.; Lee, M.M.; Xu, H.X.; Zhao, Z.Z.; Peng, W.H. Neuroprotective effect of luteolin on amyloid β protein (25-35)-induced toxicity in cultured rat cortical neurons. Phytother. Res. 2009, 24, 102–108.

23.Patil, S.P.; Jain, P.D.; Sancheti, J.S.; Ghumatkar, P.J.; Tambe, R.; Sathaye, S. Neuroprotective and neurotrophic effects of apigenin and luteolin in MPTP induced parkinsonism in mice. Neuropharmacology 2014, 86, 192–202. 

24.Balez, R.; Steiner, N.; Engel, M.; Muñoz, S.S.; Lum, J.S.; Wu, Y.; Wang, D.; Vallotton, P.; Sachdev, P.; O’Connor, M.; et al. Neuroprotective effects of apigenin against inflammation, neuronal excitability and apoptosis in an induced pluripotent stem cell model of Alzheimer’s disease. Sci. Rep. 2016, 6, 31450. 

25.Savtschenko, A.; Dhein, S.; Rauwald, H.W. The antiarrhythmic effects of lavandulifolioside and ferulic acid from Leonurus cardiaca extracts on cardiac electrophysiology. Z. Phytother. 2013, 3, 25. 

26.Jiménez, C.; Riguera, R. Phenylethanoid glycosides in plants: Structure and biological activity. Nat. Prod. Rep. 1994, 11, 591–606. 

27.Akcos, Y.; Ezer, N.; Çalis, I.; Demirdamar, R.; Tel, B.C. Polyphenolic compounds of Sideritis lycia and their anti-inflammatory activity. Pharm. Biol. 1999, 37, 118–122. 

28.Korkina, L.G.; Mikhalchik, E.; Suprun, M.; Pastore, S.; Dal Toso, R. Molecular mechanisms underlying wound healing and anti-inflammatory properties of naturally occurring biotechnologically produced phenylpropanoid glycosides. Cell Mol. Biol. 2007, 53, 78–83. 

29.Charami, M.T.; Lazari, D.; Karioti, A.; Skaltsa, H.; Hadjipavlou-Litina, D.; Souleles, C. Antioxidant and antiinflammatory activities of Sideritis perfoliata subsp. perfoliata (Lamiaceae). Phytother. Res. 2008, 22, 450–454. 

30.Kostyuka, V.A.; Potapovich, A.I.; Suhan, T.O.; de Luca, C.; Korkina, L.G. Antioxidant and signal modulation properties of plant polyphenols in controlling vascular inflammation. Eur. J. Pharmacol. 2011, 658, 248–256. 

31.Speranza, L.; Franceschelli, S.; Pesce, M.; Reale, M.; Menghini, L.; Vinciguerra, I.; de Lutiis, M.A.; Felaco, M.; Grilli, A. Antiinflammatory effects in THP-1 cells treated with verbascoside. Phytother. Res. 2010, 24, 1398–1404. 

32.Mazzon, E.; Esposito, E.; di Paola, R.; Riccardi, L.; Caminiti, R.; Dal Toso, R.; Pressi, G.; Cuzzocrea, S. Effects of verbascoside biotechnologically produced by Syringa vulgaris plant cell cultures in a rodent model of colitis. Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. 2009, 380, 79–94. 

33.Vertuani, S.; Erika Beghelli, E.; Scalambra, E.; Malisardi, G.; Copetti, S.; Dal Toso, R.; Baldisserotto, A.; Manfredini, S. Activity and stability studies of verbascoside, a novel antioxidant, in dermo-cosmetic and pharmaceutical topical formulations. Molecules 2011, 16, 7068–7080. 

34.Zhu, M.J.; Tan, N.H.; Zhu, H.Z.; Zeng, G.Z.; He, W.J.; Yu, B.S.; Chen, X. Anti-sports anaemia effects of verbascoside and martynoside in mice. J. Sports Med. 2010, 31, 537–541. 

Iwai, K.; Kishimoto, N.; Kakino, Y.; Mochida, K.; Fujita, T. In vitro antioxidative effects and tyrosinase inhibitory activities of seven hydroxycinnamoyl derivatives in green coffee beans. J. Agric. Food Chem. 2004, 52, 4893–4898. 

35.Lee, J.H.; Zhou, H.Y.; Cho, S.Y.; Kim, Y.S.; Lee, Y.S.; Jeong, C.S. Anti-inflammatory mechanisms of apigenin: Inhibition of cyclooxygenase-2 expression, adhesion of monocytes to human umbilical vein endothelial cells, and expression of cellular adhesion molecules. Arch. Pharm. Res. 2007, 30, 1318–1327. 

36.Lim, R.; Barker, G.; Wall, C.A.; Lappas, M. Dietary phytophenols curcumin, naringenin and apigenin reduce infection-induced inflammatory and contractile pathways in human placenta, foetal membranes and myometrium. Mol. Hum. Reprod. 2013, 19, 451–462. 

37.Karmakar, S.; Davis, K.A.; Choudhury, S.R.; Deeconda, A.; Banik, N.L.; Ray, S.K. Bcl-2 inhibitor and apigenin worked synergistically in human malignant neuroblastoma cell lines and increased apoptosis with activation of extrinsic and intrinsic pathways. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009, 388, 705–710. 

38.Zhao, M.; Ma, J.; Zhu, H.Y.; Zhang, X.H.; Du, Z.Y.; Xu, Y.J.; Yu, X.D. Apigenin inhibits proliferation and induces apoptosis in human multiple myeloma cells through targeting the trinity of CK2, Cdc37 and Hsp90. Mol. Cancer 2011, 10, 104. 

39.Seo, H.S.; Choi, H.S.; Kim, S.R.; Choi, Y.K.; Woo, S.M.; Shin, I.; Woo, J.K.; Park, S.Y.; Shin, Y.C.; Ko, S.G. Apigenin induces apoptosis via extrinsic pathway, inducing p53 and inhibiting STAT3 and NFκB signaling in HER2-overexpressing breast cancer cells. Mol. Cell. Biochem. 2012, 366, 319–334. 

40.Caltagirone, S.; Rossi, C.; Poggi, A.; Ranelletti, F.O.; Natali, P.G.; Brunetti, M.; Aiello, F.B.; Piantelli, M. Flavonoids apigenin and quercetin inhibit melanoma growth and metastatic potential. Int. J. Cancer 2000, 87, 595–600. 

41.Shukla, S.; Gupta, S. Apigenin: A promising molecule for cancer prevention. Pharm. Res. 2010, 27, 962–978. 

42.Viola, H.; Wasowski, C.; Levi de Stein, M.; Wolfman, C.; Silveira, R.; Dajas, F.; Medina, J.; Paladini, A. Apigenin, a component of Matricaria recutita flowers, is a central benzodiazepine receptors-ligand with anxiolytic effects. Planta Med. 1995, 61, 213–216. 

43.Liu, R.; Zhang, T.; Yang, H.; Lan, X.; Ying, J.; Du, G. The flavonoid apigenin protects brain neurovascular coupling against amyloid-β25-35-induced toxicity in mice. J. Alzheimers Dis. 2011, 24, 85–100. 

44.Zhang, F.; Li, F.; Chen, G. Neuroprotective effect of apigenin in rats after contusive spinal cord injury. Neurol. Sci. 2014, 35, 583–588. 

45.Myhrstad, M.C.; Carlsen, H.; Nordström, O.; Blomhoff, R.; Moskaug, J.Ø. Flavonoids increase the intracellular glutathione level by transactivation of the gamma-glutamylcysteine synthetase catalytical subunit promoter. Free Radic. Biol. Med. 2002, 32, 386–393. 

46.Panda, S.; Kar, A. Apigenin (4′,5,7-trihydroxyflavone) regulates hyperglycaemia, thyroid dysfunction and lipid peroxidation in alloxan-induced diabetic mice. J. Pharm. Pharmacol. 2007, 59, 1543–1548. 

47.Jung, W.W. Protective effect of apigenin against oxidative stress-induced damage in osteoblastic cells. Int. J. Mol. Med. 2014, 33, 1327–1334. 

48.Zhao, L.; Wang, J.L.; Liu, R.; Li, X.X.; Li, J.F.; Zhang, L. Neuroprotective, anti-amyloidogenic and neurotrophic effects of apigenin in an Alzheimer’s disease mouse model. Molecules 2013, 18, 9949–9965. 

49.Xagorari, A.; Papapetropoulos, A.; Mauromatis, A.; Economou, M.; Fotsis, T.; Roussos, C. Luteolin inhibits an endotoxin-stimulated phosphorylation cascade and proinflammatory cytokine production in macrophages. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2001, 296, 181–187. 

50.Harris, G.K.; Qian, Y.; Leonard, S.S.; Sbarra, D.C.; Shi, X. Luteolin and chrysin differentially inhibit cyclooxygenase-2 expression and scavenge reactive oxygen species but similarly inhibit prostaglandin-E2 formation in RAW 264.7 cells. J. Nutr. 2006, 136, 1517–1521. 

51.Chen, C.Y.; Peng, W.H.; Tsai, K.D.; Hsu, S.L. Luteolin suppresses inflammation-associated gene expression by blocking NF-kappaB and AP-1 activation pathway in mouse alveolar macrophages. Life Sci. 2007, 81, 1602–1614. 

52.Kang, K.A.; Piao, M.J.; Ryu, Y.S.; Hyun, Y.J.; Park, J.E.; Shilnikova, K.; Zhen, A.X.; Kang, H.K.; Koh, J.S.; Jeong, Y.J.; et al. Luteolin induces apoptotic cell death via antioxidant activity in human colon cancer cells. Int. J. Oncol. 2017, 51, 1169–1178. 

53.Liu, R.; Gao, M.; Qiang, G.F.; Zhang, T.T.; Lan, X.; Ying, J.; Du, G.H. The anti-amnesic effects of luteolin against amyloid β25–35 peptide-induced toxicity in mice involve the protection of neurovascular unit. Neuroscience 2009, 162, 1232–1243. 

54.Liu, R.; Lan, X.; Ying, J.; Du, G.H. Protective Effects of luteolin against amyloid β25–35-induced toxicity on rat cerebral microvascular endothelial cells. Chin. J. Nat. Med. 2010, 8, 223–227. 

55.Farid, M.M.; Marzouk, M.M.; El-Shabrawy, M.; Salem, M.A.; Mounier, M.M.; Hussein, S.R. Isoscutellarein 8, 4′-dimethyl ether glycosides as cytotoxic agents and chemotaxonomic markers in Kickxia aegyptiaca. Biocatal. Agric. Biotechnol. 2019, 22, 101431. 

56.Villar, A.; Gasco, M.A.; Alcaraz, M.J. Anti-inflammatory and anti-ulcer properties of hypolaetin-8-glucoside, a novel plant flavonoid. J. Pharm. Pharmacol. 1984, 36, 820–823. 

57.Alcaraz, M.J.; Tordera, M. Studies on the gastric anti-ulcer activity of hypolaetin-8-glucoside. Phytother. Res. 1988, 2, 85–88. 

58.Raafat, K.M. Anti-inflammatory and anti-neuropathic effects of a novel quinic acid derivative from Acanthus syriacus. Avicenna J. Phytomed. 2019, 9, 221–236. 

59.Hur, J.Y.; Soh, Y.; Kim, B.H.; Suk, K.; Sohn, N.; Kim, H.C.; Kwon, H.C.; Lee, K.R.; Kim, S.Y. Neuroprotective and neurotrophic effects of quinic acids from Aster scaber in PC12 cells. Biol. Pharm. Bull. 2001, 24, 921–924. 

60.Han, J.; Isoda, H. Neuroprotective effects of 3,5-di-o-caffeoylquinicacid in vitro and in vivo. BMC Proc. 2011, 5, 20. 

61.Mubarak, A.; Bondonno, C.P.; Liu, A.H.; Considine, M.J.; Rich, L.; Mas, E.; Croft, K.D.; Hodgson, J.M. Acute effects of chlorogenic acid on nitric oxide status, endothelial function, and blood pressure in healthy volunteers: A randomized trial. J. Agric. Food Chem. 2012, 60, 9130–9136. 

62.Watanabe, T.; Arai, Y.; Mitsui, Y.; Kusaura, T.; Okawa, W.; Kajihara, Y.; Saito, I. The blood pressure-lowering effect and safety of chlorogenic acid from green coffee bean extract in essential hypertension. Clin. Exp. Hypertens. 2006, 28, 439–449. 

63.Nakajima, Y.; Shimazawa, M.; Mishima, S.; Hara, H. Water extract of propolis and its main constituents, caffeoylquinic acid derivatives, exert neuroprotective effects via antioxidant actions. Life Sci. 2007, 80, 370–377. 

64.Kiliç, I.; Yeşiloğlu, Y. Spectroscopic studies on the antioxidant activity of p-coumaric acid. Spectrochim. Acta Part A Mol. Biomol. Spectrosc. 2013, 115, 719–724. 

65.Rosa, L.; Jordão, N.; da Costa Pereira Soares, N.; de Mesquita, J.; Monteiro, M.; Teodoro, A. Pharmacokinetic, antiproliferative and apoptotic effects of phenolic acids in human colon adenocarcinoma cells using in vitro and in silico approaches. Molecules 2018, 23, 2569. 

66.Guven, M.; Yuksel, Y.; Sehitoglu, M.H.; Tokmak, M.; Aras, A.B.; Akman, T.; Golge, U.H.; Goksel, F.; Karavelioglu, E.; Cosar, M. The Effect of coumaric acid on ischemia-reperfusion injury of sciatic nerve in rats. Inflammation 2015, 38, 2124–2132. 

67.Guven, M.; Aras, A.B.; Akman, T.; Sen, H.M.; Ozkan, A.; Salis, O.; Sehitoglu, I.; Kalkan, Y.; Silan, C.; Deniz, M.; et al. Neuroprotective effect of p-coumaric acid in rat model of embolic cerebral ischemia. Iran. J. Basic Med. Sci. 2015, 18, 356–363. 

68.Guven, M.; Sehitoglu, M.H.; Yuksel, Y.; Tokmak, M.; Aras, A.B.; Akman, T.; Golge, U.H.; Karavelioglu, E.; Bal, E.; Cosar, M. The neuroprotective effect of coumaric acid on spinal cord ischemia/reperfusion injury in rats. Inflammation 2015, 38, 1986–1995. 

69.Shailasree, S.; Venkataramana, M.; Niranjana, S.R.; Prakash, H.S. Cytotoxic effect of p-coumaric acid on neuroblastoma, N2a cell via generation of reactive oxygen species leading to dysfunction of mitochondria inducing apoptosis and autophagy. Mol. Neurobiol. 2015, 51, 119–130. 

70.El-Askary, H.; Handoussa, H.; Badria, F.; El-Khatib, A.H.; Alsayari, A.; Linscheid, M.W.; Motaal, A.A. Characterization of hepatoprotective metabolites from Artemisia annua and Cleome droserifolia using HPLC/PDA/ESI/MS–MS. Rev. Bras. Farmacogn. 2019, 29, 213–220. 

71.Behrendt, I.; Schneider, I.; Schuchardt, J.P.; Bitterlich, N.; Hahn, A. Effect of an herbal extract of Sideritis scardica and B-vitamins on cognitive performance under stress: A pilot study. Int. J. Phytomed. 2016, 8, 95–103.

72.Vasilopoulou, C.G.; Kontogianni, V.G.; Linardaki, Z.I.; Iatrou, G.; Lamari, F.N.; Nerantzaki, A.A.; Gerothanassis, I.P.; Tzakos, A.G.; Margarity, M. Phytochemical composition of “mountain tea” from Sideritis clandestina subsp. clandestina and evaluation of its behavioral and oxidant/antioxidant effects on adult mice. Eur. J. Nutr. 2013, 52, 107–116.

73.Sarikurkcu, C.; Locatelli, M.; Mocan, A.; Zengin, G.; Kirkan, B. Phenolic Profile and Bioactivities of Sideritis perfoliata L.: The Plant, Its Most Active Extract, and Its Broad Biological Properties. Front. Pharmacol. 2020, 10, 1642. 

74.Wightman, E.L.; Jackson, P.A.; Khan, J.; Forster, J.; Heiner, F.; Feistel, B.; Suarez, C.G.; Pischel, I.; Kennedy, D.O. The acute and chronic cognitive and cerebral blood flow effects of a Sideritis scardica (Greek mountain tea) extract: A double blind, randomized, placebo controlled, parallel groups study in healthy humans. Nutrients 2018, 10, 955. 

75.Hofrichter, J.; Krohn, M.; Schumacher, T.; Lange, C.; Feistel, B.; Walbroel, B.; Pahnke, J. Sideritis spp. extracts enhance memory and learning in Alzheimer’s β-amyloidosis mouse models and aged C57Bl/6 mice. J. Alzheimers Dis. 2016, 53, 967–980. 

76.Tadić, V.M.; Djordjević, S.; Arsić, I.; Dobrić, S.; Milenković, M.; Antić-Stanković, J. Anti-inflammatory and antimicrobial activity of Sideritis scardica extracts. Planta Med. 2007, 73, 98. 

77.Tadić, V.; Bojović, D.; Arsić, I.; Đorđević, S.; Aksentijevic, K.; Stamenić, M.; Janković, S. Chemical and Antimicrobial Evaluation of Supercritical and Conventional Sideritis scardica Griseb., Lamiaceae Extracts. Molecules 2012, 17, 2683–2703. 

78.Sagdic, O.; Aksoy, A.; Ozkan, G.; Ekici, L.; Albayrak, S. Biological activities of the extracts of two endemic Sideritis species in Turkey. Innov. Food Sci. Emerg. Technol. 2008, 9, 80–84. 

79.Uğur, A.; Varol, Ö.; Ceylan, Ö. Antibacterial Activity of Sideritis curvidens and Sideritis lanata from Turkey. Pharm. Biol. 2005, 43, 47–52. 

80.Koutsaviti, A.; Bazos, I.; Milenković, M.; Pavlović-Drobac, M.; Tzakou, O. Antimicrobial Activity and Essential Oil Composition of Five Sideritis taxa of Empedoclia and Hesiodia Sect. from Greece. Rec. Nat. Prod. 2013, 7, 6–14.

81.Zang, M.; Xu, S.; Maitland-Toolan, K.A.; Zuccollo, A.; Hou, X.; Jiang, B.; Wierzbicki, M.; Verbeuren, T.J.; Cohen, R.A. Polyphenols stimulate AMP-activated protein kinase, lower lipids, and inhibit accelerated atherosclerosis in diabetic LDL receptor-deficient mice. Diabetes 2006, 55, 2180–2191. 

82.Kassi, E.; Dimas, C.; Dalamaga, M.; Panagiotou, A.; Papoutsi, Z.; Spilioti, E.; Moutsatsou, P. Sideritis euboea extract lowers total cholesterol but not LDL cholesterol in humans: A randomized controlled trial. Clin. Lipidol. 2013, 8, 627–634. 

83.Singh, V.J.; Selvendiran, K.; Mumtaz Banu, S.; Padmavathi, R.; Sakthisekaran, D. Protective role of Apigenin on the status of lipid peroxidation and antioxidant defense against hepatocarcinogenesis in Wistar albino rats. Phytomedicine 2004, 11, 309–314. 

84.Koh, P.O. Ferulic acid modulates nitric oxide synthase expression in focal cerebral ischemia. Lab. Anim. Res. 2012, 28, 273–278. 

85.Heiner, F.; Feistel, B.; Wink, M. Sideritis scardica extracts inhibit aggregation and toxicity of amyloid-β in Caenorhabditis elegans used as a model for Alzheimer’s disease. PeerJ 2018, 6, 4683. 

86.Sarnowska, E.; Balcerak, A.; Olszyna-Serementa, M.; Kotlarek, D.; Sarnowski, T.J.; Siedlecki, J.A. Kinaza białkowa aktywowana przez AMP (AMPK) jako cel terapeutyczny. Postepy Hig. Med. Dosw. 2013, 67, 750–760. 

87.Zhou, G.; Sebhat, I.K.; Zhang, B.B. AMPK activators—Potential therapeutics for metabolic and other diseases. Acta Physiol. 2009, 196, 175–190.

88.Banerjee, S.; Ghoshal, S.; Porter, T.D. Phosphorylation of hepatic AMP-activated protein kinase and liver kinase B1 is increased after a single oral dose of green tea extract to mice. Nutr. Res. 2012, 32, 985–990. 

89.Ong, K.W.; Hsu, A.; Tan, B.K. Anti-diabetic and anti-lipidemic effects of chlorogenic acid are mediated by AMPK activation. Biochem. Pharmacol. 2013, 85, 1341–1351. 

90.Scalbert, A.; Morand, C.; Manach, C.; Rémésy, C. Absorption and metabolism of polyphenols in the gut and impact on health. Biomed. Pharmacother. 2002, 56, 276–282. 

91.Petreska Stanoeva, J.; Stefova, M. Assay of urinary excretion of polyphenols after ingestion of a cup of mountain tea (Sideritis scardica) measured by HPLC-DAD-ESI-MS/MS. J. Agric. Food Chem. 2013, 61, 10488–10497. 

92.Simons, A.L.; Renouf, M.; Hendrich, S.; Murphy, P.A. Human gut microbial degradation of flavonoids: Structure-function relationships. J. Agric. Food Chem. 2005, 53, 4258–4263. 

93.Zhou, W.; Tand, X.; Shane, J.; Liu, Y.; Cai, B.; Di, L. Effect of chito-oligosaccharide on the intestinal absorptions of phenylethanoid glycosides in Fructus Forsythiae extract. Phytomedicine 2014, 21, 1549–1558. 

94.Zhou, F.; Huang, W.; Li, M.; Zhong, Y.; Wang, M.; Lu, B. Bioaccessibility and absorption mechanism of phenylethanoid glycosides using simulated digestion/Caco-2 intestinal cell models. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 4630–4637. 

95.Wang, X.; Chang, X.; Luo, X.; Su, M.; Xu, R.; Chen, J.; Ding, Y.; Shi, Y. An integrated approach to characterize intestinal metabolites of four phenylethanoid glycosides and intestinal microbe-mediated antioxidant activity evaluation in vitro using UHPLC-Q-Exactive High-Resolution Mass Spectrometry and a 1,1-Diphenyl-2-picrylhydrazyl-based assay. Front. Pharmacol. 2019, 10, 826. 

96.de Moraes Barros, H.R.; García-Villalba, R.; Tomás-Barberán, F.A.; Inés Genovese, M.I. Evaluation of the distribution and metabolism of polyphenols derived from cupuassu (Theobroma grandiflorum) in mice gastrointestinal tract by UPLC-ESI-QTOF. J. Funct. Food 2016, 22, 477–489. 

97.Ali, F.; Rahul, F.; Naz, S.; Jyoti, V.; Siddique, Y.H. Health functionality of apigenin: A review. Int. J. Food Prop. 2017, 20, 1197–1238. 

98.Hanske, L.; Loh, G.; Sczesny, S.; Blaut, M.; Braune, A. The bioavailability of apigenin-7-glucoside is influenced by human intestinal microbiota in rats. J. Nutr. 2009, 139, 1095–1102. 

99.Wang, M.; Firrman, J.; Liu, L.; Yam, K. A review on flavonoid apigenin: Dietary intake, ADME, antimicrobial effects, and interactions with human gut microbiota. Biomed. Res. Int. 2019, 9, 1–18. 

100.Hostetler, G.L.; Ralston, R.A.; Schwartz, S.J. Flavones: Food sources, bioavailability, metabolism, and bioactivity. Adv. Nutr. 2017, 8, 423–435. 

101.Shimoi, K.; Okada, H.; Furugori, M.; Goda, T.; Takase, S.; Suzuki, M.; Hara, Y.; Yamamoto, H.; Kinae, N. Intestinal absorption of luteolin and luteolin 7-O-β-glucoside in rats and humans. FEBS Lett. 1998, 438, 220–224. 

102.Schoefer, L.; Mohan, R.; Schwiertz, A.; Braune, A.; Blaut, M. Anaerobic degradation of flavonoids by Clostridium orbiscindens. Appl. Environ. Microbiol. 2003, 69, 5849–5854. 

103.Cui, Q.; Pan, Y.; Zhang, W.; Zhang, Y.; Ren, S.; Wang, D.; Wang, Z.; Liu, X.; Xiao, W. Metabolites of dietary acteoside: Profiles, isolation, identification, and hepatoprotective capacities. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 2660–2668. 

104.Li, Y.; Gan, L.; Li, G.Q.; Deng, L.; Zhang, X.; Deng, Y. Pharmacokinetics of plantamajoside and acteoside from Plantago asiatica in rats by liquid chromatography-mass spectrometry. J. Pharm. Biomed. Anal. 2014, 89, 251–256.

105.Li, Y.; Zhou, G.; Peng, Y.; Tu, P.; Li, X. Screening and identification of three typical phenylethanoid glycosides metabolites from Cistanches Herba by human intestinal bacteria using UPLC/Q-TOF-MS. J. Pharm. Biomed. Anal. 2016, 118, 167–176. 

106.Wu, Y.T.; Lin, L.C.; Sung, J.S.; Tsai, T.H. Determination of acteoside in Cistanche deserticola and Boschniakia rossica and its pharmacokinetics in freely-moving rats using LC–MS/MS. J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2006, 844, 89–95.

107.Qi, M.; Xiong, A.; Li, P.; Yang, Q.; Yang, L.; Wang, Z. Identification of acteoside and its major metabolites in rat urine by Ultra-Performance Liquid Chromatography combined with Electrospray Ionization Quadrupole Time-Of-Flight Tandem Mass Spectrometry. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 2013, 940, 77–85. 

108.Quirantes-Piné, R.; Herranz-López, M.; Funes, L.; Borrás-Linares, I.; Micol, V.; Segura-Carretero, A.; Fernández-Gutiérrez, A. Phenylpropanoids and their metabolites are the major compounds responsible for blood-cell protection against oxidative stress after administration of Lippia Citriodora in rats. Phytomedicine 2013, 20, 1112–1118. 

109.Del Rio, D.; Stalmach, A.; Calani, L.; Crozier, A. Bioavailability of coffee chlorogenic acids and green tea flavan-3-ols. Nutrients 2010, 2, 820–833. 

110.Couteau, D.; McCartney, A.L.; Gibson, G.R.; Williamson, G.; Faulds, C.B. Isolation and characterization of human colonic bacteria able to hydrolyse chlorogenic acid. J. Appl. Microbiol. 2001, 90, 873–881.

111.Marín, L.; Miguélez, E.M.; Villar, C.J.; Lombó, F. Bioavailability of Dietary Polyphenols and Gut Microbiota Metabolism: Antimicrobial Properties. Biomed. Res. Int. 2015. 

112.Gonthier, M.P.; Remesy, C.; Scalbert, A.; Cheynier, V.; Souquet, J.M.; Poutanen, K.; Aura, A.M. Microbial metabolism of caffeic acid and its esters chlorogenic and caftaric acids by human faecal microbiota in vitro. Biomed. Pharmacother. 2006, 60, 536–540. 

113.Casalini, C.; Lodovici, M.; Briani, C.; Paganelli, G.; Remy, S.; Cheynier, V.; Dolara, P. Effect of complex polyphenols and tannins from red wine (WCPT) on chemically induced oxidative DNA damage in the rat. Eur. J. Nutr. 1999, 38, 190–195. 

114.Lodovici, M.; Casalini, C.; De Filippo, C.; Copeland, E.; Xu, X.; Clifford, M.; Dolara, P. Inhibition of 1,2-dimethylhydrazine-induced oxidative DNA damage in rat colon mucosa by black tea complex polyphenols. Food Chem. Toxicol. 2000, 38, 1085–1088. 

115. Rainer Knörle "Extracts of Sideritis scardica as triple monoamine reuptake inhibitors" J Neural Transm (Vienna)2012 Dec;119(12):1477-82. doi: 10.1007/s00702-012-0824-9. Epub 2012 May 24.

116. Fatma Pinar Turkmenoglu, İpek Baysal,Samiye Ciftci-Yabanoglu, Kemal Yelekci "Flavonoids from Sideritis Species: Human Monoamine Oxidase (hMAO) Inhibitory Activities, Molecular Docking Studies and Crystal Structure of Xanthomicrol" Molecules. 2015 May; 20(5): 7454–7473.